Comment conserver les asques ?

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dada
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Comment conserver les asques ?

Messagepar dada » 10 avr. 2010, 14:29

Bonjour à tous.

Je fais mes premiers pas dans la microscopie, j'ai trouvé quelques ascomycètes et je souhaite observer les asques pleines.

Problème : lors de mes différentes observations vitales (eau bidistillée et un peu de dissociation par percussion), les asques libèrent les spores très rapidement sous mes yeux, pas le temps de les observer entières, on dirait que de nombreuses cellules se "déplient" dans les différents plans de la préparation.

J'ai tenté deux colorations, la première au rongo congo ammoniacal, sur un supposé Dyatripe, la seconde au Lugol (selon Moser), sur un supposé Bisporella.
Visuellement le contraste est meilleur, et les deux colorants mettent en évidence différentes structures, mais toujours pas moyen d'observer des asques intactes.

Est-ce un problème d'osmose causé par l'eau bidistillée ou la réaction normale pour des asques au contact de l'eau ?

Avez-vous des conseils à me donner, (peut-être un "truc") pour réaliser cette observation d'asques entières ?

Bonne journée à tous.

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verarl
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Re: Comment conserver les asques ?

Messagepar verarl » 10 avr. 2010, 21:42

Pour ma part, et bien qu'en général l'étude d'asque entier n'est pas fondammental, je trouve toujours dans une préparation des asques avec leurs spores. je pense donc qu'il faut observer avec patience votre préparation pour en trouver. la plupart sont octosporés.
En ce qui concerne le milieu d'observation, tout dépend de ce que l'on cherche.
Le melzer est utilisé pour mettre en évidence une coloration des asques ou des paraphysqes.
Le bleu coton lactique permet de mettre plus nettement la structure de la surface de la spore.
La rouge congo est un colorantr puissant qui met bien en évidence les éléments mais attention, l'amoniaque est assez agressif est peut faire disparaître certains détails.
Il est aussi intéressant de commencer par une étude dans l'eau distillée.

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dada
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Re: Comment conserver les asques ?

Messagepar dada » 12 avr. 2010, 19:14

Bonjour.
Merci pour vos conseils.

En effet, le Mezler est plus indiqué que le lugol, dans certains bouquins j'avais lu "réaction à l'iode" pour certains ascos, vieux réflexe, j'ai pensé lugol.

J'ai trouvé comment empêcher l'ouverture rapide des asques dans l'observation vitale.
J'ai lu que pour observer les pigments de certains tissus, on peut dissocier dans une solution aqueuse de NaCl à 30%.
Inspiré par cette technique, j'ai simplement dissout quelques grains de sel de cuisine dans la goutte d'eau distillée avant la dissociation.
La préparation est beaucoup plus immobile, les asques sont mieux conservées et pas trop déformées. (mais cela doit dépendre de la concentration)

Pour les spores cela ne change pas grand chose, il me semble qu'elles sont moins sensibles aux phénomènes de d'osmose (sans doute grace à des parois-membranes plus épaisses). J'ai d'abord pensé qu'elles n'avaient pas de vacuole, pas moyen de trouver des détails sur l'anatomie d'une spore et le détail de ses organites.

C'était donc probablement un problème d'osmose qui causait l'ouverture des asques. Peut-être me suffisait-il de remplacer l'eau distillée par de l'eau minéralisée.

Le rouge congo 'ammoniacal est en effet agressif, je lui préfère le rouge congo SDS.
Ici j'avais choisi l'ammoniacal car mes champignons étaient de consistance dure, j'avais supposé le plus mordant meilleur dans ce cas.

La prochaine fois pour la coloration de champignons de ce type, je tenterai ramolisseur GDS de Clémençon, ensuite rouge congo SDS.


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